CECAD

Lipidomics

Lipide sind in lebenden Organismen essentiell für den Aufbau von Zellmembranen, als Energiespeicher und als Signalmoleküle im Zellstoffwechsel. Die Lipidomics Facility analysiert Lipide in biologischen Proben unter Anwendung modernster massenspektrometrischer Methoden und leistet damit einen wichtigen Beitrag zur Erforschung ihrer Funktionen.

Serviceleistungen
Die Lipidomics Facility bietet die Analyse von Lipiden in biologischen Proben unter Einsatz modernster massenspektrometrischer Techniken und Softwares zur Datenprozessierung an. Der Service beinhaltet auch die Unterstützung bei der experimentellen Planung und bei der Dateninterpretation.

Wissenschaftliche Entwicklung
Während die Lipidomics Facility zur Beginn ihrer Arbeit den Fokus auf die gezielte Analyse von Sphingolipiden gelegt hat, wurde die Expertise in der Folge um die Quantifizierung weiterer Lipidklassen wie z.B. Glycerophospholipiden und Neutrallipiden erweitert.

Mit dem Umzug der Lipidomics Facility in das neue CECAD Forschungszentrum im Februar 2014 wurden zwei Massenspektrometer der neusten Generation (QTRAP 6500 und TripleTOF 6600, SCIEX) angeschafft. Diese sind mit zwei Flüssigkeitschromatographie-Anlagen (1260 Infinity, Agilent; Ekspert MikroLC 200, Eksigent), einem Chip-basierten Infusionssystem für Nano-Elektrospray Ionisierung (TriVersa NanoMate, Advion) und einem Interface für Differentielle Ionenmobilitätsspektrometrie (SelexION, SCIEX) ausgestattet. Damit hat die Facility nun volle Flexibilität bei der Anwendung aller modernen Lipidomics-Techniken.

In Abhängigkeit von der Lipidklasse und der wissenschaftlichen Fragestellung sind analytische Methoden mit (LC-MS/MS) oder ohne (shotgun lipidomics) Vortrennung des Lipidextrakts vor der massenspektrometrischen Analyse durchführbar. Ein umfangreiches Software-Paket für die Datenbearbeitung und –auswertung erleichtert den Umgang mit großen Datensätzen.

Zukünftige Pläne
Während die gezielte Quantifizierung von Lipiden (targeted lipidomics) in der Lipidomics Facility fest etabliert ist, ermöglicht die neue Geräteausstattung auch nicht-zielgerichtetes Lipid-Profiling (non-targeted lipidomics) in komplexen Lipidextrakten. Langfristig plant die Facility, ihren Service auch auf allgemeinere Metabolomics-Anwendungen auszudehnen, indem Stoffwechselprodukte der Glykolyse, des Pentosephosphatwegs und des Citratzyklus in die Reihe der angebotenen Serviceanalysen mit aufgenommen werden.

 

Dr. Susanne Brodesser, Dipl. Chem.
Head of Lipidomics Facility 
 +49 221 478 840 15
susanne.brodesser[at]uk-koeln.de

CECAD Research Center
University of Cologne
Joseph-Stelzmann-Str. 26
50931 Köln
Profile

Figures

Figure 1: Non-targeted profiling of lipids by Information Dependent Acquisition (IDA): A lipid extract from mouse liver was separated by Liquid Chromatography (LC). The LC eluate was infused into the TripleTOF 5600+ mass spectrometer and monitored by IDA. In IDA experiments MS/MS spectra are recorded automatically when data in the survey MS spectra meet certain criteria. Every data point in the plot represents the retention time and the m/z ratio of a lipid ion that was selected as a precursor ion.

Figure 2: Targeted analysis of lipids by Multiple Precursor Ion Scanning (MPIS): A lipid extract from keratinocyte mitochondria was infused into the QTRAP 6500 mass spectrometer using the chip-based TriVersa NanoMate infusion system. Glycerophospholipid subclasses (phosphatidylcholine, -ethanolamine, -serine, -inositol, -glycerol, and phosphatidic acid) were simultaneously detected by applying specific precursor ion and neutral loss scans for each subclass. Each peak in the mass spectrum represents a glycerophospholipid species with a distinct fatty acid composition.

Preise

Für unsere Routineanalysen erheben wir Gebühren. Die Gebühren sind nach Nutzergruppen gestaffelt (CECAD Mitglieder, Angehörige der Universität zu Köln, externe Wissenschaftler). Wenden Sie sich bei Preisanfragen bitte an Dr. Susanne Brodesser.

Ausgewählte Publikationen
  • Edifizi D, Nolte H, Babu V, Castells-Roca L, Mueller MM, Brodesser S, Krüger M, Schumacher B. (2017) Multilayered Reprogramming in Response to Persistent DNA Damage in C. elegans. Cell Rep 20(9):2026-43
  • Oliverio M, Schmidt E, Mauer J, Baitzel C, Hansmeier N, Khani S, Konieczka S, Pradas‐Juni M, Brodesser S, Van T‐M, Bartsch D, Brönneke HS, Heine M, Hilpert H, Tarcitano E, Garinis GA, Frommolt P, Heeren J, Mori MA, Brüning JC, Kornfeld J‐W. (2016) Dicer1–miR‐328–Bace1 signalling controls brown adipose tissue differentiation and function. Nat Cell Biol 18(3):328‐36
  • Kumar V, Bouameur JE, Bär J, Rice RH, Hornig‐Do HT, Roop DR, Schwarz N, Brodesser S, Thiering S, Leube RE, Wiesner RJ, Vijayaraj P, Brazel CB, Heller S, Binder H, Löffler‐Wirth H, Seibel P, Magin TM. (2015) A keratin scaffold regulates epidermal barrier formation, mitochondrial lipid composition, and activity. J Cell Biol 211(5):1057‐75
  • Mourier A, Motori E, Brandt T, Lagouge M, Atanassov I, Galinier A, Rappl G, Brodesser S, Hultenby K, Kühlbrandt W, Larsson N‐G. (2015) Mitofusin 2 is required to maintain mitochondrial coenzyme Q levels. J Cell Biol 208(4):429‐42
  • Turpin SM, Nicholls HT, Willmes DM, Mourier A, Brodesser S, Wunderlich CM, Mauer J, Xu E, Brönneke HS, Trifunovic A, LoSasso G, Wunderlich FT, Kornfeld J‐W, Blüher M, Krönke M, Brüning JC. (2014) Obesity‐induced CerS6‐dependent C16:0 ceramide production promotes weight gain and glucose intolerance. Cell Metab 20(4):678‐86